基因编辑行业动态速览（2026014）

CRISPRa转录激活工具蛋白体积大，受AAV载体包装上限限制，难以实现体内多基因同步激活。斯坦福大学的刘志权和孙洋团队基于TIGR-TasR新型RNA引导系统，开发超紧凑可编程转录激活工具TIGRa。TIGRa核心dParTasR蛋白仅337个氨基酸，搭配36 nt短tigRNA，复合物大小远小于dSpCas9-VPR系统，无PAM序列限制，靶向范围更广。优化后得到TIGRa-Pro、TIGRa-Ultra变体，哺乳动物细胞中激活效率与传统的CRISPRa系统（如dSpCas9-VPR）相当，且在多数靶点上性能更优；利用tigRNA阵列可在单个AAV载体中同时激活最多12个内源基因，实现成纤维细胞向诱导多能干细胞重编程过程中的多基因激活。小鼠视网膜损伤模型中，TIGRa上调神经保护基因，视网膜神经节细胞存活率翻倍，保留约三分之一视觉功能，实现体内治疗效果。TIGRa突破传统CRISPRa递送瓶颈，为退行性眼病等复杂疾病的基因疗法开辟路径[1]。

CasΦ2是超小型CRISPR核酸酶，体积适配AAV载体，适合体内基因治疗，但天然真核细胞编辑活性偏低。意大利特伦托大学CIBIO先进基因组编辑技术实验室升级了EPICA.2真核定向进化平台。团队利用EPICA.2开展多轮迭代定向进化，筛选得到一组CasΦ2突变体。最优变体相较野生型CasΦ2，人源细胞多个内源位点编辑效率提升数倍，部分位点实现高效基因敲除。突变集中于REC结构域与RuvC附近，不改变PAM识别偏好。GUIDE-seq证明进化后变体保持高特异性，脱靶水平无明显上升。EPICA.2可直接在真核环境完成筛选，无需体外蛋白表达，规避原核筛选与哺乳动物细胞活性脱节的缺陷。该研究为AAV递送的体内基因编辑提供新工具，也为其他低活性小型CRISPR酶的改造提供通用筛选策略[2]。

传统SpCas9来源碱基编辑器蛋白尺寸较大，难以装入单个AAV载体用于体内基因治疗；现有小型CRISPR编辑器普遍存在编辑活性不足、脱靶风险较高的问题。浙江大学联合西北农林科技大学等团队开发了高效、特异的Cas9dUltra系统，并开发了其相关的DNA碱基编辑器9dBEs (9dABE/9dCBE)。9dBEs整体尺寸适配单AAV包装，特异性优于部分微型碱基编辑器。小鼠受精卵显微注射Tyr位点，Cas9dUltra组85%子代出现白化，平均编辑效率71.4%；9dCBE组89%子代产生提前终止突变，无明显脱靶信号。AAV9体内递送靶向Pcsk9，肝脏中9dCBE编辑效率平均15.7%；9dABE效率为3.5%～11.9%，两组均可显著降低小鼠血清LDL-C水平，实现体内治疗性碱基编辑。9dBEs兼顾小型化、高活性与高特异性，解决碱基编辑器AAV递送的限制，为遗传性代谢疾病的体内基因治疗提供新工具[3]。

传统基因组大片段插入技术受片段长度限制，且难以同时实现千碱基级精准插入与高通量文库筛选。复旦大学代谢与整合生物学研究院汪凌波团队构建了DoPE供体互补先导编辑系统。系统由PE2编辑器、opegRNA以及odsDNA双链供体构成，无需双链断裂、外源重组酶或转座酶。该系统可一步完成最高12.5 kb的DNA精准插入，短30 nt突出端即可兼容小片段至10 kb以上片段；单条opegRNA搭配供体文库，能够实现靶位点的原位饱和诱变，适配高通量文库筛选。针对多囊肝致病基因PRKCSH，实现了致病外显子替换，对该基因的不同致病等位基因实现矫正，矫正效率为16%～19%；全基因组检测证实脱靶整合水平低，插入准确性优异。该研究建立一步式文库兼容的无疤痕大片段插入工具，为单基因病基因矫正、合成生物学研究提供新方案[4]。

急性髓系白血病（AML）复发率高，传统自体CAR-T存在制备周期长、成本高昂、个体批次差异大的短板。杭州济元基因CG101注射液获美国FDA IND许可，启动针对AML的国际多中心I期临床。CG101注射液是一款来源于人诱导多能干细胞（iPSC）的通用现货型免疫细胞治疗产品。通过CRISPR介导的定点插入IL-15、CXCR4；IL-15促进NK细胞成熟、扩增与体内长效存活；CXCR4强化向骨髓病灶归巢浸润，抵抗肿瘤免疫抑制微环境，增强杀伤AML肿瘤细胞。企业搭建GMP全悬浮3D分化规模化工艺，种子细胞均一，支持大批量生产，摆脱患者个性化制备限制。该项目标志着我国iPSC基因编辑细胞治疗进入国际临床研究行列，为AML提供现货型细胞治疗新候选，也为血液肿瘤通用细胞药物开发提供平台参考[5]。

CAR-T在实体瘤疗效受限，T细胞存在浸润不足、进入肿瘤后快速耗竭两大难题；体外CRISPR筛选难以模拟肿瘤微环境，传统人源T细胞体内筛选受限于肿瘤内T细胞回收率低。加州大学旧金山分校的刘琪团队构建新型人源化荷瘤小鼠模型，大幅提升实体瘤中人T细胞回收效率。研究开展两套平行筛选。丰度筛选发现P2RY8-Gα13通路抑制T细胞向实体瘤迁移浸润；敲除P2RY8解除肿瘤配体GGG的抑制，提升T细胞肿瘤内积累量。效应功能筛选锁定GNAS（Gαs），它是多条抑制性GPCR信号的中枢节点；敲除GNAS使T细胞抵抗多重肿瘤抑制信号，维持IFN-γ分泌，显著提升多种实体瘤模型的抗肿瘤能力。联合敲除P2RY8与GNAS，同时改善浸润与效应功能，产生协同抗肿瘤效果。该研究证明体内筛选可捕获体外体系无法发现的关键基因，推动实体瘤细胞治疗靶点挖掘[6]。

致病菌感染诱发微生物失调与持续炎症，传统CRISPR抗菌面临递送障碍、胞内切割所需能量不足、杀菌后无法重建菌群稳态等瓶颈。四川大学研究团队构建益生菌-致病菌杂合胞外囊泡CRISPR纳米平台C-M@H，将针对致龋菌变形链球菌毒力基因gtfB的CRISPR-Cas9质粒包装于杂合囊泡。致病菌来源囊泡实现靶细菌特异性摄取；囊泡携带内源ATP提升细菌胞内能量水平，增强Cas9的DNA切割活性，杀伤超过72.3%的致病菌，保留口腔共生菌。在人唾液体外模型、大鼠龋齿与口腔黏膜炎模型中，该平台可清除致龋菌，重构微生物群落，减轻牙釉质脱矿，促进黏膜修复。该体系整合ATP增强CRISPR切割、菌群重编程、免疫调节，为微生物失调相关黏膜疾病提供下一代治疗策略[7]。

CRISPR-Cas大片段重排依赖DNA双链断裂，非预期产物多；传统重组酶靶点不可编程，bridge RNA桥接重组酶尚未在植物体系实现有效应用。中国科学院遗传与发育生物学研究所高彩霞团队首次将bridge RNA引导的重组酶系统应用于植物。该研究以ISCro4为基础，理性设计突变结合AI定向进化改造重组酶与bridge RNA，系统活性最高提升29.8倍，编辑全程无DNA双链断裂。水稻中完成1.8～315 kb片段精准删除、倒位，再生植株稳定编辑效率最高23.9%；通过315 kb染色体倒位重排内源启动子，直接创制抗除草剂水稻新材料。哺乳动物细胞实现31 kb染色体重排；该系统组件尺寸紧凑，支持单AAV载体递送大片段编辑，实现跨物种工具验证。该研究为实现可编程、无缝接头的大片段基因组编辑提供了全新工具[8]。

先导编辑(PE)在单子叶作物效果优异，但葫芦科等双子叶蔬菜中pegRNA加工缺陷、蛋白表达不足，编辑效率极低，很难获得可遗传稳定编辑株系。中国农业科学院蔬菜花卉研究所杨学勇团队联合安徽农业大学魏鹏程团队，建立Csy4-PE6d先导编辑系统。该系统采用SlEF1α强启动子提升编辑蛋白表达，引入Csy4核糖核酸酶高效加工pegRNA。黄瓜稳定转化下平均精准编辑效率达80.83%，部分位点可达100%；该工具在甜瓜、南瓜、马铃薯同样表现出编辑活性。利用Csy4-PE6d对黄瓜CsSGR引入A323G定点突变，成功获得无T-DNA、可遗传纯合材料；接种病原菌验证该株系同时抗细菌性角斑病与霜霉病，实现双抗病种质定向创制。该研究突破葫芦科双子叶作物引导编辑瓶颈，为蔬菜精准分子育种提供可靠技术平台与双抗新种质资源[9]。

传统作物碱基编辑依赖农杆菌与基因枪法递送，需繁琐的组织培养和再生过程，存在周期长、成本高、基因型受限等问题，且此前缺乏适用于单子叶主粮作物的病毒介导可遗传碱基编辑体系。中国农业大学张永亮团队将sgRNA插入BSMV的RNAγ构建BSMV-BE病毒介导碱基编辑系统。在过表达碱基编辑器的转基因小麦中，系统侵染叶片获得高效体细胞编辑，M1无病毒植株中CBE可遗传频率约30%，ABE可达24.1%，为植物中首例病毒介导的ABE可遗传编辑。研究靶向TaALS基因创制突变材料，M2植株获得烟嘧磺隆除草剂抗性新种质。该技术把病毒介导编辑从基因敲除拓展至精准碱基替换，突破小麦组织培养限制，为难转化多倍体单子叶作物精准育种提供重要工具[10]。